Informação geral
- Raça(s)
- Psilocybe Cubensis (Golden Teacher), Panellus Stipticus, Pleorotus Ostreatus, Hericium erinaceus.
- Inoculação
- 02/05/2024
- Inoculação via
- Cultura Líquida
- Assepsia (Inoculação)
- Cabine de fluxo laminar.
- Terrário
- Spawnbag.
- Técnica(s)
- Esterilização de grão;
Inoculação de potes de grão a partir de cultura líquida;
Inoculação em bags de substrato esterilizado a partir de grão colonizado.
- Substratos
- Painço;
Fibra de coco;
Pellets de serragem.
A pedido de alguns amigos do fórum (@BlackCat @GlubGlub) resolvi abrir um diário que vai expor como eu estou fazendo para cultivar fungos em casa.
Quero primeiro deixar claro que meu método não é o "jeito certo", existem várias formas possíveis de se fazer dar certo. O que eu faço atualmente é resultado de várias leituras em fóruns internacionais de micologia amadora, leitura de livros sobre fungos, assistir vídeos sobre micologia caseira e vários experimentos (entre falhas e sucessos). Sinta-se livre para apontar meus erros ou compartilhar o que você faz diferente!
O primeiro passo que eu tomo ao cultivar fungos é preparar o grão que será usado como spawn.
Eu gosto de usar o painço por vários motivos: é um grão pequeno que faz melhor uso do espaço dentro de um pote, é mais fácil de esterilizar, há mais pontos de inoculação quando quebrado.
Para preparar o painço é necessário hidratá-lo. Para isso eu cozinho o painço em fogo baixo por 45 minutos ou até que eu veja grãos "explodindo". Depois disso é necessário deixar o grão secar por fora. Eu gosto de usar uma peneira de gesso (tem a malha bem fina). Quando está seco eu misturo um pouco de pó de gesso.
Depois disso eu passo os grãos para potes de vidro com uma tampa de plástico modificada. Na tampa tem um filtro de nylon 0.2 micron e uma SHIP (self-healing-injection-port), as duas peças são coladas com um silicone resistente à altas temperaturas.
Por muito tempo eu fiz potes de vidro cobertos com papel alumínio e preso com fita isolante, injetava a cultura liquida e cobria com fita microporosa. Essa abordagem tem o problema de que a fita microporosa não é estéril, acaba sendo um possível vetor de contaminação. Mesmo assim funciona (as vezes não).
As tampas modificadas permitem uma versatilidade maior no trabalho e uma confiabilidade maior. Uma SHIP garante mais confiabilidade mesmo trabalhando numa caixa de ar parado (SAB).
Ainda preciso melhorar minha forma de fabricar minhas tampas, o silicone não adere tão bem a superficies lisas, é melhor lixar ao redor dos furos nas tampas antes de colocar o silicone para vedar. Mas isso fica pras versões 2.0.
Por fim levamos os potes à panela de pressão. Eu coloco alguns potinhos de vidro para elevar o nivel da minha grelha e adiciono água até abaixo do nível da grelha.
Depois disso fecho a panela deixando o pino levantado, acendo o fogo alto. Vamos ventilar a panela. Esperamos até que ela comece a soltar vapor pelo pino de maneira constante e contamos pelo menos 10 minutos. Isso faz com que não haja bolsões de ar dentro da panela (o que pode prejudicar a qualidade da esterilização). Depois disso abaixamos o pino e deixamos pegar pressão.
O tempo de esterilização para potes desse tamanho é 60 minutos em 15PSI. No entanto, minha panela só chega a 80kpa de pressão (cerca de 11,6PSI). Eu costumo esterilizar por 2h30min, pode ser overkill, mas eu prefiro assim.
Depois de esterilizado eu costumo deixar a panela de pressão esfriando durante a noite, inoculo os potes de manhã bem cedo.
Vamos acompanhar 5 potes inoculados com Golden Teacher (GT), 4 inoculados com panellus stipticus (PS), 4 inoculados com juba de leão (JdL) e 4 inoculados com shimeji branco (PO).
As inoculações do GT (4ml) e do PS (2.5ml) foram feitas dia 02/05/24. As inoculações do JdL (2.5ml) e PO (2.5ml) foram feitas dia 08/05/24.
Eu não uso incubadoras (nem acho elas úteis pra mim). Deixo os potes em temperatura ambiente em uma estante. O próximo passo agora é exercitar nossos músculos da paciência, analisar a qualidade do micélio (procurar contaminações) ,fazer um break and shake quando já tiver colonizado pelo menos 30% e spawnar em bags de substrato esterilizado quando estiver 100% colonizado.
Obrigado por ter lido até aqui, até a próxima atualização
Quero primeiro deixar claro que meu método não é o "jeito certo", existem várias formas possíveis de se fazer dar certo. O que eu faço atualmente é resultado de várias leituras em fóruns internacionais de micologia amadora, leitura de livros sobre fungos, assistir vídeos sobre micologia caseira e vários experimentos (entre falhas e sucessos). Sinta-se livre para apontar meus erros ou compartilhar o que você faz diferente!
O primeiro passo que eu tomo ao cultivar fungos é preparar o grão que será usado como spawn.
Eu gosto de usar o painço por vários motivos: é um grão pequeno que faz melhor uso do espaço dentro de um pote, é mais fácil de esterilizar, há mais pontos de inoculação quando quebrado.
Para preparar o painço é necessário hidratá-lo. Para isso eu cozinho o painço em fogo baixo por 45 minutos ou até que eu veja grãos "explodindo". Depois disso é necessário deixar o grão secar por fora. Eu gosto de usar uma peneira de gesso (tem a malha bem fina). Quando está seco eu misturo um pouco de pó de gesso.
Depois disso eu passo os grãos para potes de vidro com uma tampa de plástico modificada. Na tampa tem um filtro de nylon 0.2 micron e uma SHIP (self-healing-injection-port), as duas peças são coladas com um silicone resistente à altas temperaturas.
Por muito tempo eu fiz potes de vidro cobertos com papel alumínio e preso com fita isolante, injetava a cultura liquida e cobria com fita microporosa. Essa abordagem tem o problema de que a fita microporosa não é estéril, acaba sendo um possível vetor de contaminação. Mesmo assim funciona (as vezes não).
As tampas modificadas permitem uma versatilidade maior no trabalho e uma confiabilidade maior. Uma SHIP garante mais confiabilidade mesmo trabalhando numa caixa de ar parado (SAB).
Ainda preciso melhorar minha forma de fabricar minhas tampas, o silicone não adere tão bem a superficies lisas, é melhor lixar ao redor dos furos nas tampas antes de colocar o silicone para vedar. Mas isso fica pras versões 2.0.
Por fim levamos os potes à panela de pressão. Eu coloco alguns potinhos de vidro para elevar o nivel da minha grelha e adiciono água até abaixo do nível da grelha.
Depois disso fecho a panela deixando o pino levantado, acendo o fogo alto. Vamos ventilar a panela. Esperamos até que ela comece a soltar vapor pelo pino de maneira constante e contamos pelo menos 10 minutos. Isso faz com que não haja bolsões de ar dentro da panela (o que pode prejudicar a qualidade da esterilização). Depois disso abaixamos o pino e deixamos pegar pressão.
O tempo de esterilização para potes desse tamanho é 60 minutos em 15PSI. No entanto, minha panela só chega a 80kpa de pressão (cerca de 11,6PSI). Eu costumo esterilizar por 2h30min, pode ser overkill, mas eu prefiro assim.
Depois de esterilizado eu costumo deixar a panela de pressão esfriando durante a noite, inoculo os potes de manhã bem cedo.
Vamos acompanhar 5 potes inoculados com Golden Teacher (GT), 4 inoculados com panellus stipticus (PS), 4 inoculados com juba de leão (JdL) e 4 inoculados com shimeji branco (PO).
As inoculações do GT (4ml) e do PS (2.5ml) foram feitas dia 02/05/24. As inoculações do JdL (2.5ml) e PO (2.5ml) foram feitas dia 08/05/24.
Eu não uso incubadoras (nem acho elas úteis pra mim). Deixo os potes em temperatura ambiente em uma estante. O próximo passo agora é exercitar nossos músculos da paciência, analisar a qualidade do micélio (procurar contaminações) ,fazer um break and shake quando já tiver colonizado pelo menos 30% e spawnar em bags de substrato esterilizado quando estiver 100% colonizado.
Obrigado por ter lido até aqui, até a próxima atualização
