Como fazer Inóculo de grãos

Possibilidades de inoculação​

Agora que o substrato está esterilizado e descansando confortavelmente no recipiente é hora de inocular. Na teoria o substrato esterilizado pode ser mantido indefinidamente, mas na prática é melhor inoculá-lo o mais breve possível. À medida que o tempo passa o substrato vai secando e alguns contaminantes podem ser encontrados após algumas semanas de armazenamento.

Há quatro meios práticos de inoculação:

1. Esporos em suspensão (seringa)
2. Micélio em agar (clone ou germinação de multiesporos)
3. Micélio em spawn de grãos esterilizado
4. Micélio em suspensão (micélio líquido)

Esporos em suspensão​

Uma seringa de esporos pode ser usada para inocular grãos esterilizados. Os esporos hidratados germinam facilmente no grão úmido e formam micélio. Geralmente os primeiros sinais de germinação podem ser notados entre 3 e 10 dias. A germinação depende da strain e idade dos esporos. Esporos bem hidratados germinam mais rápido do que os que foram raspados de um carimbo. Quando discos de filtro ou filtros Tyvek estão presentes, a seringa pode ser usada para perfurar o filtro e para injetar uma quantidade de esporos em suspensão. A quantidade de esporos em suspensão usada para um recipiente depende da disponibilidade de inoculante e da velocidade de colonização desejada. Mais inoculações frequentemente resultam em colonizações mais rápidas. Para frascos e microboxes, 1 ml de suspensão de esporos satisfaz. É claro, mais esporos em suspensão em combinação com agitação regular dos frascos resultam em desenvolvimento acelerado.

As bolsas são injetadas com 1-10 ml, mas podem muito bem ser injetadas com até 100 ml.

Injeção de esporos é um método fácil e eficiente para cultivadores novatos para inocular pequenos lotes de spawn.

Micélio em agar​

Quadrados de agar podem ser cortados de uma placa Petri com um bisturi esterilizado e então colocadas dentro dos frascos. Já que o frasco tem que ser aberto, uma câmara (fluxo laminar, forno, glovebox) de inoculação é bem-vinda. Um ou mais quadrados são jogados nos frascos ou microboxes. Os recipientes são agitados e incubados.

Este método não funciona para bolsas já que não é prático cortar o selo das bolsas para pôr o quadrado de agar dentro dela.

Micélio em spawn de grãos esterilizado​

Na teoria seria o melhor método e o mais rápido para propagar grandes quantidades de spawn, mas na prática não é tão fácil. Só é possível fazer essas transferências em um ambiente totalmente estéril ou grandes quantidades de contaminação serão encontradas. Achamos que este método tem potencial limitado para cultivadores caseiros.

Micélio em suspensão (micélio líquido)​

Esse método é para quem pode gastar dinheiro e tem boas técnicas de esterilidade.

É possível criar grandes quantidades de spawn líquido de uma simples placa Petri talhando-o numa batedeira de laboratório e então diluindo o caldo. A quantidade total de micélio é de menor importância do que a quantidade de água que é dada a ele. Embora o crescimento inicial seja lento, começará em vários pontos do substrato.

Inoculações na prática​

No geral quanto mais tempo o substrato esterilizado for exposto ao ar durante a inoculação, mais limpo deve ser o ambiente. Quando inocular frascos usando seringas, a área de trabalho deve estar limpa. Quando inocular bolsas com spawn de grãos uma câmara de fluxo laminar profissional é indispensável. Contaminantes do ar geralmente caem sobre o topo dos substratos, então quando um fungo estranho começar a crescer no topo do substrato inoculado é porque provavelmente ele foi exposto ao ar contaminado por muito tempo.

Na teoria na câmara de fluxo laminar tem-se 100% de sucesso, mas na prática, mesmo nas condições mais assépticas possíveis, contaminações são encontradas. Taxas de contaminação abaixo de 10% são consideradas boas.

Inoculação de frascos e microboxes​

O modo mais fácil de se inocular frascos e microboxes é com uma seringa de esporos. A agulha é esquentada até ficar vermelha e é esfriada por 10 segundos. As camadas de papel alumínio são retiradas e o excesso de umidade é retirado com um tecido limpo. O filtro (Tyvek/discos de filtro) é perfurado com a agulha e 1 ml da suspensão é injetada no substrato. A agulha é retirada e o buraco imediatamente selado com uma gota de cola quente. (Alternativamente pode-se fazer outro buraco na tampa antes da esterilização. Esse buraco deverá ser tampado com fita, assim não será necessário perfurar o filtro dos frascos). Os frascos então podem ser agitados e incubados. Ao invés de cola, um pedaço de fita pode ser usada para tampar o buraco.


Quando a tampa ou o filtro não puderem ser perfurados como no caso das microboxes, a tampa deve ser levantada um pouco e a agulha pode ser introduzida nesse local. A agulha é retirada, a tampa é fechada e a microbox é agitada e incubada. Já que nesse método há muito mais exposição ao ar, uma capela de fluxo laminar é desejável.


Quando inocular com quadrados de agar não há escolha: tem que abrir a tampa para introduzir o agar. Novamente uma capela (improvisada) é desejável para esse tipo de trabalho.

Inoculação de bolsas​

Quando se trabalha com bolsas seladas a inoculação pode ser feita por injeção. Não é prático ou recomendado abrir uma bolsa esterilizada só para selá-la novamente após a inoculação. Trabalhar com bolsas abertas não é recomendado sem um laboratório e uma câmara de fluxo. Transferência de grão para grão não será discutida aqui.

O local de inoculação da bolsa é limpo com um tecido embebido em álcool, então a agulha da seringa (esterilizada no fogo) é introduzida. O líquido é injetado na bolsa (1-200ml), a agulha é retirada e o buraco fechado com fita ou cola quente. Seringas de esporos são boas para este método.